H+-ATPsynthasen sind membranintegrierte Enzyme, die die Synthese von ATP aus ADP und anorganischem Phosphat mit einem transmembranen Protonentransport koppeln. Bei dieser Reaktion treibt der Protonentransport die Rotation der Rotoruntereinheiten (γεc10) relativ zu den Statoruntereinheiten (α3β3δab2) an und diese Bewegung ruft Konformationsänderungen in den Nukleotidbindungsstellen hervor, die zur Synthese von ATP führen. Der Mechanismus dieser Reaktion kann in einem konfokalen Mikroskop an einzelnen Enzymmolekülen mit Hilfe des Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfers (spFRET) untersucht werden. Hierzu wird die H+-ATPsynthase an einer Rotoruntereinheit (ε) und einer Statoruntereinheit (b) mit einem Donor- und einem Akzeptor Fluorophor markiert und danach in die Membran eines Liposoms integriert. Bei diesen Untersuchungen tritt das Problem auf, dass die Beobachtungszeit durch die Diffusion der Liposomen durch das konfokale Volumen auf etwa 50 ms begrenzt ist. In dieser Arbeit wurden untersucht, ob und wie es möglich ist, eine signifikante Verlängerung der Beobachtungszeit zu erreichen. Zuerst wurde versucht, Liposomen mit einer eingebauten H+-ATPsynthase an einer Glasoberfäche zu immobilisieren. Die optimalen Ergebnisse (in Bezug auf Stabilität, Anzahl der immobilisierten Liposomen und Untergrundsignal) wurden durch Modifizierung der Glasoberfläche mit Biotin, gebunden an Seruminalbumin, erreicht. Zugabe von Steptavidin erlaubt dann die Bindung von Liposomen, sofern diese Biotinlipide enthalten. Der Erfolg der Bindung wurde untersucht mit Biotinliposomen, die zusätzlich etwa 20 Tetramethylrhodaminlipidmoleküle (TMR-Lipid) pro Liposom enthielten. Die Oberfläche wurde durch konfokales Rastern abgebildet und es wurden etwa 4 immobilisierte Liposomen pro 100 µm2 detektiert. Es wurde ein Liposom selektiert und dessen Fluoreszenz beobachtet. Dabei konnte gezeigt werden, dass die Fluoreszenz schrittweise abnimmt, wobei ein Schritt dem Ausbleichen eines TMR-Moleküls entspricht. Die mittlere Lebensdauer eines TMR-Moleküls im Anregungsfokus des konfokalen Volumens war 450 ms. Die gemessene Fluoreszenzintensität eines Moleküls stimmte mit der aus apparativen Daten und Moleküldaten abgeschätzten gut überein, so dass die Methode geeignet ist, einzelne Moleküle auf der Oberfläche zu detektieren. Um das markierte Enzym beobachten zu können, wurden die bleichanfälligen organischen Fluorophore durch Nanokristalle (Quantenpunkte, QDs) ersetzt. QD585 konnte über einen Crosslinker an das Enzym gebunden werden, allerdings ging dabei die Syntheseaktivität verloren. Diese markierten H+-ATPsynthasen enthielten QD585 gebunden an b64C als Donor und ATTO 647N gebunden an ε56C als Akzeptor. Mit diesem System konnten erste Einzelmolekülmessungen an der Oberfläche durchgeführt werden. Als Beobachtungszeit wurde 60 s gewählt. Die gemessenen FRET-Effizienzen konnten in drei Zustände unterteilt werden. Die Daten wurden mit Gauss-Verteilungen angepasst und aus den mittleren FRET-Effizienzen wurden drei Abstände erhalten. Diese Abstände stimmten mit den Cα-Abständen zwischen b64C und ε56C des Homologiemodell von EF0F1 überein. Die Befunde zeigen, dass Einzelmoleküluntersuchungen mit an der Glasoberfläche immobilisierten H+-ATPsynthasen möglich sind, und dass deutlich längere Beobachtungszeiten erreicht wurden. In einem weiteren Ansatz wurde versucht, das Enzym in eine Lipiddoppelmembran einzubauen. Hierdurch wäre es möglich, eine elektrischen Potentialdifferenz an der Membran anzulegen, und durch deren Variation die H+-ATPsynthase in ATP-Hydrolyse- und ATP-Syntheserichtung zu betreiben. Es wurde mit Hilfe der „Painted planar lipid bilayer“-Methode eine Lipiddoppelschicht in einem Loch (80 µm Durchmesser) in einer Teflonmembran erzeugt. H+-ATPsynthasen, die mit QD585 markiert war, wurden in Nystatin/Ergosterol-Liposomen rekonstituiert. Die Fusion dieser Liposomen konnte elektrisch verfolgt werden, da dabei in die Lipiddoppelschicht Nystatin/Ergosterol-Ionenkanäle eingebaut wurden. Die dabei auftretende Zunahme der elektrischen Leitfähigkeit der Membran wurde gemessen. Die Diffusion des Enzyms in der Lipidbilayer wurde optisch in einem Mikroskop mit TIRF-Anregung gemessen. Der gemessene Diffusionskoeffizient war 1,6 µm2/s inÜbereinstimmung mit dem berechneten Wert. ; H+-ATPsynthases are membrane-integrated enzymes which catalyse the synthesis of ATP from ADP and inorganic phosphate by a transmembrane proton transport. The reaction is driven by a proton transport which effects a rotation of the rotor subunit (γεc10) relativ to the stator subunit (α3β3δab2); this movement leads to a change in the conformation at the nucleotide binding site which results in the synthesis of ATP. The mechanism of this reaction is investigated with a confocal microscope with single pair fluorescence resonance energy transfer (spFRET). Therefore the H+-ATPsynthase is labelled at the rotor-subunit (ε) and the stator-subunit (b) with a fluorescence donor and a fluorescence acceptor and afterwards incorporated into the membrane of a liposome. This method has the problem that the investigation time is limited by the diffusion of the liposome through the confocal volume (50 ms). In this work we search for possibilities to enhance the observation time. At first we tried to immobilize the liposomes with integrated H+-ATPsynthese on a glass surface. The best results (concerning stability, nummer of immobilized liposomes and background) were found when using glass surface, modified with biotin serumin albumin. By adding streptavidine liposomes, which contained biotin lipids, were able to bind to the glass surface. The success was investigated with biotin liposomes which contained 20 tetramethylrhodamine-lipids (TMR-lipids) per liposome. The surface was scanned with a confocal microscope and 4 immobilized liposomes per 100 µm2 were found. One single liposome was selected and the fluorescence was observed. A stepwise decrease of the fluorescence could be seen, it was shown that one step of bleaching is equal to one TMR molecule. The average lifetime of one TMR molecule in the confocal volume was 450 ms. The measured fluorescence intensity was equal to the calculated intensity, which was estimated from data from the fluorophore and the hardware. Therefore it could be shown that this method was able to monitor single molecules on the surface. To see labelled enzymes, the bleaching organic fluorophores were replaced by inorganic nanocrystals (quantum dots, QDs). QD585 was bound to the enzyme with a crosslinker, but no more activity to synthesize ATP was seen. The enzyme was labelled on b64C with the QD as donor and on ε with ATTO 647N as acceptor. With this system first single molecule measurements on the surface could be made. The observation time was 60 s. The measured FRET efficency could be divided into three different populations. Out of those populations three different distances were calculated. Those distances were equal to the Cα distances between b64C and ε56C of the homology model of EF0F1. It was shown that single molecule measurements with liposome-incorporated H+-ATPsynthases immobilized on a glass surface were possible, and significant longer observation times were achieved. In a second approach we tried to incorporate the enzyme into a planar lipid bilayer. Therefore an electric potential was set on the membrane and with a variation of this potential the enzyme could be driven in hydrolyses and synthesis direction. The painted planar lipid bilayer technique was used to get a lipid bilayer in an 80 µm hole in a teflon membrane. H+-ATPsynthase, which was labelled with QD585, was incoporated into liposomes which contained nystatine and ergosterol. The fusion of the liposome monitored electricaly because of the ion canals which were incorporated into the planar lipid bilayer. The increase of the electric conductivity was measured. The diffusion of the enzyme was observed optical with a microscope with TIRF excitation. With this, the diffusion coefficient in a lipid bilayer was calculated and the observation time was 37 s.